| 标准编号 | GB/T 21766-2025 (GB/T21766-2025) | | 中文名称 | 化学品 生殖/发育毒性筛选试验方法 | | 英文名称 | Chemicals - Test method of reproduction/developmental toxicity screening | | 行业 | 国家标准 (推荐) | | 中标分类 | A80 | | 国际标准分类 | 13.300 | | 字数估计 | 15,140 | | 发布日期 | 2025-08-29 | | 实施日期 | 2025-12-01 | | 旧标准 (被替代) | GB/T 21766-2008 | | 发布机构 | 国家市场监督管理总局、国家标准化管理委员会 | GB/T 21766-2025: 化学品 生殖/发育毒性筛选试验方法
ICS 13.300
CCSA80
中华人民共和国国家标准
代替GB/T 21766-2008
化学品 生殖/发育毒性筛选试验方法
2025-08-29发布
2025-12-01实施
国 家 市 场 监 督 管 理 总 局
国 家 标 准 化 管 理 委 员 会 发 布
前言
本文件按照GB/T 1.1-2020《标准化工作导则 第1部分:标准化文件的结构和起草规则》的规定
起草。
本文件代替GB/T 21766-2008《化学品 生殖/发育毒性筛选试验方法》,与GB/T 21766-2008
相比,除结构调整和编辑性改动外,主要技术变化如下:
---更改了试验期的时间要求,包括“交配期,妊娠期和分娩后”不同阶段的天数要求(见4.2.2、
4.2.3,2008年版的第3章);
---更改了动物实验室环境温度的要求(见5.2.1,2008年版的4.1.2);
---更改了试验过程的实验组动物数量要求(见5.5.1、5.5.5.1,2008年版的4.2.1、4.2.5.1);
---增加了“窝产仔数”的内容(见5.5.7),“发情周期”筛选雌性动物的要求(见5.6.3),“临床生化”
中采集血液样本时间和甲状腺激素水平检测的要求(见5.6.5),“大体解剖检查”时对于阴道涂
片检查以及对前列腺、精囊腺等器官称重的要求”(见5.6.6.1);
---在“结果报告”中增加了对“甲状腺激素水平”“成年雌性动物发情周期正常或异常的数量及周
期时长”“幼仔体重数据”“所有幼仔的AGD及AGD测量日的体重”“雄性幼仔的乳头评估情
况”的记录(见6.3)。
请注意本文件的某些内容可能涉及专利。本文件的发布机构不承担识别专利的责任。
本文件由全国危险化学品管理标准化技术委员会(SAC/TC251)提出并归口。
本文件起草单位:中国疾病预防控制中心职业卫生与中毒控制所、河北医科大学、福建宁佳竣检测
技术服务有限公司、宁波三生生物科技股份有限公司、宁波第二激素厂。
本文件主要起草人:张荣、庞雅贤、暴磊、刘清萍、李斌、陈宵、张浩、钱星宇、刘伟。
本文件及其所代替文件的历次版本发布情况为:
---2008年首次发布为GB/T 21766-2008;
---本次为第一次修订。
引 言
为应对化学品风险评估中日益增长的内分泌干扰物筛查需求,本文件在GB/T 21766-2008《化学
品 生殖/发育毒性筛选试验方法》基础上修订,添加了内分泌相关的终点指标,旨在修订现有测试指南
并制定新的指南以筛查和测试潜在的内分泌干扰物。修订的目的是将内分泌相关的指标纳入筛选指南
中,暴露期涵盖发育过程中的某些敏感期(产前或产后早期)。本文件提供的相关受试物对雄性、雌性生
殖能力(如性腺功能、交配行为、受孕、胚胎发育和分娩)影响的信息是有限的。
本文件用于化学品危险度评价的早期阶段,或对受关注的化学品提供关于生殖或发育可能影响的
初步信息。对于几乎没有毒理作用信息的化学品,它可作为一组初步筛选测试方法的一部分,确定生
殖/发育研究的剂量范围,或在其他相关情况下使用。本文件涉及使用临床体征作为实验动物安全评估
的人道终点。
本文件不能提供关于生殖/发育各方面的完整信息。它只能提供有限的手段来检测产前暴露的产
后表现,或产后暴露期间可能诱发的影响。由于(除其他原因外)剂量组的动物数量相对较少、终点的选
择以及研究时间较短等原因,本文件不能作为判定无生殖/发育毒性的确证依据。此外,若缺乏其他生
殖/发育毒性测试数据,阳性结果可用于初步的危险度评价,并有助于决定是否需要其他测试及测试的
时间安排。
本文件提供关于内分泌相关终点不良影响的数据,但不足以作为测试化学品是内分泌干扰物的充
分证据。
本文件采用经口染毒途径。如果采用其他暴露途径,需进行修改。
化学品 生殖/发育毒性筛选试验方法
1 范围
本文件确立了化学品生殖/发育毒性筛选试验的试验基本原则,描述了试验方法,规定了试验数据
和试验报告的内容。
本文件适用于检测化学品的致畸性、生殖及发育毒性的试验。
2 规范性引用文件
下列文件中的内容通过文中的规范性引用而构成本文件必不可少的条款。其中,注日期的引用文
件,仅该日期对应的版本适用于本文件;不注日期的引用文件,其最新版本(包括所有的修改单)适用于
本文件。
GB 14925 实验动物 环境及设施
3 术语和定义
下列术语和定义适用于本文件。
3.1
雄激素活性 androgenicity
一种化学物质在哺乳动物体内表现出类似天然雄激素(如睾酮)生理作用的能力。
3.2
抗雄激素活性 antiandrogenicity
一种化学物质在哺乳动物体内抑制或干扰天然雄激素(如睾酮)作用的能力。
3.3
雌激素活性 oestrogenicity
一种化学物质在哺乳动物体内表现出类似天然雌激素(如雌二醇17β)的能力。
3.4
抗雌激素活性 antioestrogenicity
一种化学物质在哺乳动物体内抑制天然雌激素(如雌二醇17β)作用的能力。
3.5
甲状腺活性 thyroidactivity
一种化学物质在哺乳动物体内表现出类似天然甲状腺激素(如三碘甲腺原氨酸,T3)的能力。
3.6
抗甲状腺活性 antithyroidactivity
一种化学物质抑制哺乳动物体内天然甲状腺激素(如T3)作用的能力。
3.7
雌性或雄性动物生殖功能或能力发生异常。
3.8
子代在出生前、围产期和出生以后所表现出的结构(机体缺陷)或功能异常。
3.9
剂量 dose
受试物在试验过程中使用的量值。
3.10
用量 dosage
染毒剂量、染毒次数及染毒期限在内的统称。
3.11
明显毒性 evidenttoxicity
给予受试物后出现的能够观察或检测的中毒的症状。
3.12
未观察到有害作用水平 no-observed-adverseeffectlevel;NOAEL
试验对象未发现与染毒有关的有害作用的最高剂量。
3.13
生殖毒性 reproductiontoxicity
染毒剂对后代的造成有害影响以及对雄性、雌性生殖功能或能力产生的损害。
3.14
验证 validation
为了明确测试方法的操作要求与局限性并证明测试方法在特定应用场景下可靠性、适用性的科学
流程。
4 试验基本原则
4.1 根据雌、雄试验对象的性别,设多个剂量组给予受试物。直至处死,雄性动物的染毒期至少
4周,即交配前期最少染毒2周,交配期和交配后染毒约2周。由于雄性动物交配前染毒时间相对较
短,繁殖力不能作为睾丸毒性的特异性敏感指标,因此对睾丸进行详细的组织学检查很重要。通过对染
毒期内雄性动物的交配行为/繁殖能力的观察,以及随后对雄性动物生殖腺的详细组织病理学检查可检
出对雄性动物繁殖力和精子形成的主要毒性作用。
4.2 雌性动物在整个试验期都进行染毒。试验期包括交配前两周(至少包括两个完整的发情期),交配
期、妊娠期和分娩后至少13天,直至处死的前1天。
4.3 在适应期结束后,试验持续时间取决于雌性动物的毒性表现。试验期限约为63天,即交配前至少
14天,交配期14天左右,妊娠期和哺乳期则分别22天和13天左右。
4.4 染毒期间,每日观察动物的毒性表现。对试验期间死亡或处死的动物都进行解剖检查。试验结束
时,所有存活动物均处死并进行解剖检查。
5 试验方法
5.1 动物选择
试验过程中的受试动物为大鼠。如选用其他种属动物,条件需作适当修改。避免选用繁殖力低和
公认生长发育缺陷率高的品系。首选健康、刚进入性成熟期、未经交配、未进行过试验的动物。所选动
物需注明种类、品系、性别、体重和周龄。试验开始时,动物的体重相差不应超过同性别平均体重的
20%。如果试验是某项长期试验或完整的生殖试验的预试验,应确保两个试验所选试验动物的品系和
来源的一致性。
5.2 饲养条件
5.2.1 饲养条件应符合 GB 14925要求。动物实验室的环境温度应为23℃±3℃,相对湿度至少为
30%且不宜超过70%,50%~60%为宜,但清扫动物实验室时除外。采用人工照明,保持12h光照和
12h黑暗,交替循环。喂饲常规饲料,动物自由饮水。如采用喂饲染毒方式,选择可与受试物均匀混合
的饲料。
5.2.2 试验动物按性别、分笼群养(每笼不宜超过5只),交配过程在合适大小的笼具中进行。孕鼠单
笼饲养,并提供造窝垫料。哺乳期雌鼠与其幼仔分别单独放置在笼中。
5.2.3 包括非掺饲料在内的饲料宜定期进行污染物分析,周期由实验室自行拟定。饮食样本应留存至
试验报告完成。
5.3 动物准备
健康成年动物随机分成对照组和染毒组,避免因笼具放置不当对试验结果的影响。对动物和笼具
进行分组标记,试验开始前在笼中进行适应性喂养时间不少于5天。
5.4 样品处理
5.4.1 宜采用经口方式给予受试物,也可采用其他染毒方式。如选用经口染毒,一般采用灌胃方式给
予,或是通过掺入饲料或饮用水的方式给予。
5.4.2 根据试验目的将受试物溶解或混悬于适宜的赋形剂中。尽可能选择水或悬浮液,如确实不能以
水作为溶剂,再考虑选用油溶液或乳化液(如玉米油),然后再考虑其他赋形剂。当赋形剂不是水时,应
知悉赋形剂的毒性及受试物在赋形剂中的稳定性和均匀性。
5.5 程序
5.5.1 动物的数量和性别
各组在试验开始时至少有10只雄性和12只~13只雌性。在研究开始之前,雌性动物将被评估发
情周期。如果动物未表现出典型的4天~5天发情周期,将不能被纳入到研究中。宜增加雌鼠数量,保
证每组有10只孕鼠。为了获得足够的数据正确评估受试物对动物的繁殖、妊娠、母鼠和幼仔行为,以及
对子代从受孕到出生后第13天的生长发育的影响,每组应至少有8只孕鼠。
5.5.2 剂量设计
5.5.2.1 试验过程中的分组至少设3个染毒组和1个对照组。受试物的剂量水平根据其急性毒性试验
或多次染毒试验的结果来设定。如果没有适宜的一般毒性资料可供参考,则应进行预试验确定剂量水
平。对照组动物除不给予受试物外,其余的试验组的处理环节与染毒组完全相同。如果受试物使用赋
形剂配制,对照组接受所用赋形剂的最大使用量进行平行染毒。
5.5.2.2 染毒剂量水平的选择考虑受试物或相关物质已知的毒性和毒代动力学的数据,还应注意怀孕
和非怀孕动物对受试物敏感性的差异。最高剂量组可以使亲代动物出现毒性反应,但又不引起动物死
亡或明显的损害;次高剂量组可以出现与剂量有关的反应,最低剂量组不引起亲代及其子代动物的任何
毒性反应。组间距通常为2倍~4倍。若设第4个剂量组,剂量组间的组距可大一些,例如10倍。
5.5.2.3 在观察到一般毒性(如体重减轻,肝脏、心脏、肺脏或肾脏的影响等)或其他可能不是毒性反应
的变化(如食物摄入减少、肝脏增大等)时,对内分泌敏感终点的观察结果应谨慎解读。
5.5.3 限量试验
如果受试物每天以1000mg/(kg·d)的剂量经口给予,或经饲料/饮水给予相同的剂量,未观察到
任何毒作用时,则可以采用限量试验,即不应做多个剂量组的完整试验。若根据相关化合物结构资料预
期不会产生毒性,也可以采用限量试验。但当人的接触情况表明应采用较高剂量染毒时,则不应进行限
量试验。若试验采用其他的染毒途径,如吸入或经皮染毒,染毒的最高浓度通常由受试物的理化特性来
决定。
5.5.4 染毒
5.5.4.1 试验动物每天染毒1次连续7天,受试物一般通过灌胃给予,使用灌胃针管或其他插管一次给
予。灌胃量取决于试验动物体重的大小,受试物最大量不应超过10mL/(kg·d)。如果受试物为水溶
液,灌胃量则可以考虑增大到20mL/(kg·d)。在整个试验过程中,采用相同的灌胃体积,通过调整受
试物浓度确保各剂量组的灌胃体积相同,降低灌胃体积对试验结果的影响。
5.5.4.2 如果将受试物掺入饲料或溶于水中进行染毒,受试物在饲料或水中的含量不应影响正常的营
养成分或水的平衡。饲料中受试物质量分数(mg/kg)或按体重计算的剂量水平应恒定不变,使用其他
替代方法应说明理由,灌胃染毒应在每天相同时间进行,为使染毒剂量保持一致,应根据试验对象体重
的变化每周至少调整1次灌胃总体积。
5.5.5 试验程序
5.5.5.1 雄性和雌性动物经过至少5天的适应期后进入正式试验,交配前2周开始染毒。试验动物在
进入完全性成熟后应尽快开始交配,由于斯普拉格·道利(SpragueDawley,SD)大鼠品系不同,性成熟
期不同,因此,针对不同品系动物选用的交配时间存在差异。例如,SD大鼠的交配期从第10周开始,而
Wistar大鼠的交配期则从第12周开始。孕鼠在分娩后第13天处死。如果采集血样应对母鼠进行隔
夜禁食,则不应在同一天处死母鼠和幼仔。完成分娩过程的当天计为分娩后第0天,没有交配迹象的雌
鼠在交配期结束后再过24天~26天处死。雄性和雌性动物在交配期内均继续染毒,雄性动物在交配
期后继续染毒,至少持续28天。根据试验设计处死雄性动物,或保留进行下一次交配。
5.5.5.2 母鼠在整个怀孕期、直至分娩后第13天或处死的前1天均应每天染毒。如吸入或经皮染
毒,染毒至少持续至怀孕的第19天,并且尽快重新开始染毒,不应迟于出生后第4天。
5.5.5.3 试验流程表见附录A中图A.1的内容。
5.5.6 交配方法
雄性和雌性动物按1∶1(1只雌鼠和1只雄鼠)形式合笼交配。为避免雄性动物的偶然死亡对试验
造成影响,可以不采用此交配比例。雌鼠始终与同剂量组的同一只雄鼠合笼交配直至受孕,合笼时间最
长不超过14天。在交配过程中,每天早晨对雌鼠进行检查,查看阴道中是否有精子或阴栓。将检查到
精子或阴栓的当天计为雌鼠妊娠的第0天(判为交配成功)。若交配14天后仍未受孕,可以将不育的雌
鼠与同一剂量组内已被证实有生育功能的雄鼠重新配对,再次合笼交配。
5.5.7 窝产仔数
5.5.7.1 在出生后的第4天,根据所用品系的正常窝仔数量,通过随机选择淘汰多余幼仔,将每窝的幼
仔数量调整为每性别4只~5只。从多余的幼仔中收集两份血液样本,合并后用于测定血清甲状腺素
水平。当雄性或雌性幼仔的数量无法保证每性别均为4只~5只时,允许进行部分调整(如6只雄性和
4只雌性)。当窝产仔数低于淘汰目标值(每窝8只~10只幼仔),则不淘汰任何幼仔。若超出淘汰目标
值的幼仔仅余1只,则只淘汰1只幼仔用于采血以评估血清甲状腺素水平。
5.5.7.2 如果没有调整窝产仔数,在出生后的第4天每窝处死2只幼仔,并采集血液样本以测量血清甲
状腺素浓度。处死的2只幼仔尽可能是雌性,用于进行乳头评估。若无雌性幼仔,则使用雄鼠进行乳头
评估。当窝产仔数在每窝8只~10只以下(取决于品系的正常窝产仔数)时,不淘汰任何幼仔。当窝产
仔数在每窝8只~10只以上仅1只时,只淘汰1只幼仔用于采血以评估血清甲状腺素水平。
5.6 观察
5.6.1 临床观察
试验期间,每天至少进行1次一般临床观察,若发现中毒体征,应增加观察次数。每天的观察时间
应固定,并选择在染毒后毒性体征可能出现的高峰期。记录有关的行为改变、难产或滞产体征和其他的
毒性反应,包括死亡率,以及毒性体征的出现时间、程度和持续时间。
5.6.2 体重和食物消耗量
5.6.2.1 雄性和雌性动物在染毒的第1天进行称重,以后每周至少称量一次,试验结束时一次。妊娠的
第0天、第7天、第14天、第20天、分娩后的24h内(产后第0天或第1天)、产后第4天和第13天应称
重,并记录每只试验动物的体重数据。
5.6.2.2 交配期、孕期和哺乳期,每周至少记录1次食物消耗量(交配期的食物消耗量为选测指标)。如
果受试物的溶剂为水,水溶液的摄入量应按5.6.2.1的时间要求进行记录。
5.6.3 发情周期
为筛选具有规律发情周期的雌性动物,在开始染毒前监测发情周期。每天进行阴道涂片直至出现
交配现象。为避免开始染毒时存在急性应激反应引起发情周期改变的情况,可以先让动物暴露14天,在
交配前期每天收集阴道涂片,监测发情周期,并在交配期继续监测,直至出现交配现象。在获取阴道/宫
颈细胞时,应避免黏膜干扰,以防诱导假孕。
5.6.4 幼仔特征
从怀孕的第0天开始记录妊娠时间。分娩后立即检查并记录每窝的出生幼仔数、活仔数、死仔数、
低体重仔数、性别以及幼仔外观有无异常和畸形。以窝为单位,应按性别记录活幼仔出生后24h内(产
后第0天或第1天)、产后第4天和第13天的窝重。除观察母鼠外,并记录幼仔的异常行为。在出生后
第0天~第4天之间的同一天测量每只幼仔从肛门到生殖器之间的距离(anogenitaldistance,AGD);
测量AGD当天记录幼仔体重,并用体重归一化AGD,以体重的立方根为宜。
5.6.5 临床生化
根据以下时间采集血液样本:
a) 若幼鼠数量足够,则在出生后的第4天至少采集每窝2只幼鼠的血液;
b) 在第13天终止时,采集所有母鼠以及每窝至少2只幼鼠的血液;
c) 在试验终止时,采集所有成年雄鼠的血液。
所有血液样本在适当条件下储存。评估第13天幼鼠和成年雄鼠的血液样本中血清甲状腺素水平。
如有关联,则对母鼠和第4天幼鼠的血液样本的甲状腺素进行分析。如有必要,可以测量其他激素。可
以按窝将幼鼠血液混合进行甲状腺激素分析。甲状腺激素(甲状腺素和促甲状腺激素)宜测定总浓度
指标。
以下因素可能影响激素测定的变异性和绝对浓度:
a) 由于昼夜变化,处死的时间可能影响激素测定的变异性和绝对浓度;
b) 处死方式可能通过应激影响激素浓度;
c) 由于不同测定试剂盒标准曲线不同影响激素浓度。
在一天中的相近时间采集血浆样本,因不同商用测定试剂盒在分析激素浓度时所得数据不同。
5.6.6 病理
5.6.6.1 大体解剖检查
5.6.6.1.1 对所有成年的受试动物进行全面系统的大体解剖检查,仔细检查体表、所有体腔开口处、颅
腔、胸腔、腹腔和内部脏器。重点观察生殖系统的组织和器官,同时记录着床数和黄体数。解剖当天进
行阴道涂片检查,以确定发情周期的阶段,并与雌性生殖器官的组织病理学进行相关性分析。
5.6.6.1.2 所有成年雄性动物的睾丸、附睾、前列腺和精囊腺宜去除附着的组织,并在解剖后测量其湿
重,以避免组织干燥。此外,称重的其他器官包括:雄性动物的肛门提肌、球海绵体肌复合体、尿道球腺
和阴茎头;雌性动物的成对卵巢(湿重)及子宫(含宫颈)。若选择称量的器官,其重量宜在解剖后尽快
采集。
5.6.6.1.3 检查死胎和产后第13天处死的幼仔外观有无畸形。检查外生殖器是否有发育改变的现象。
第13天处死时,每窝保留1只雄性和1只雌性幼仔的甲状腺。
5.6.6.1.4 保留所有成年动物的卵巢、睾丸、附属性器官(子宫和宫颈、附睾、前列腺、精囊和凝固腺)、甲
状腺和其他有损害的器官。常规检查睾丸和附睾时避免使用福尔马林固定,宜使用波恩氏液或改良戴
维森氏固定液。用针在器官的两侧轻轻刺入白膜,使固定剂快速渗透。
5.6.6.2 组织病理学检查
对高剂量组和对照组动物的卵巢、睾丸及附睾进行组织学检查(重点关注生精阶段和睾丸间质细胞
结构的组织病理学变化)。幼鼠和成年动物的甲状腺等其他保存器官,可根据需要进行检查。甲状腺重
量可在固定后测定。修剪附着组织须谨慎,且仅在固定完成后实施,以避免组织损伤,因组织损伤可能
影响组织病理学分析结果。若高剂量组动物出现组织病理学改变,则应将检查扩展至其他剂量组动物。
6 试验数据和报告
6.1 数据
6.1.1 采用表格记录每只动物的数据,表中需显示每组的实验动物数量、试验期间死亡或出于人道原
因处死的动物数量,死亡或人道原因处死的时间,具有生育能力的动物数量、受孕雌鼠数量、各种毒性反
应及其出现动物百分数。记录观察到的毒性体征,包括出现的时间、持续时间和程度、病理组织学改变
和相关的幼仔资料。试验结果的填写内容及格式见附录B的表B.1。
6.1.2 鉴于研究规模有限,以“显著性检验”形式开展的统计分析对多数观察指标(尤其是生殖相关指
标)价值有限。若采用统计分析。所选方法需适配所检测变量的分布特征,应于研究试验前确定。
AGD和乳头评估的统计分析以幼仔个体数据为基础,同时考虑窝效应。若条件适当时,宜以窝为分析
单位进行统计分析。幼仔体重的统计分析应基于幼仔的个体数据,并考虑到窝产仔数。由于试验的样
本量小,如果在有历史对照数据(如窝产仔数)的情况下,将其作为研究结果解释的辅助参考。
6.2 结果评价
6.2.1 受试物的毒性作用按临床观察、大体解剖和病理组织学的检查结果进行评价,并根据受试物的
剂量与下列异常情况及其严重程度之间是否存在剂量-反应关系进行评价(如肉眼观察到的大体损伤、
确定的靶器官、不育、临床表现异常、对生殖和幼仔生存的影响、体重变化、对死亡率及其他毒性作用的
影响)。
6.2.2 由于雄性动物染毒时间较短,评价受试物对雄性动物生殖系统的影响时,要考虑繁殖能力数
据,以及对睾丸和附睾的组织病理学检查进行综合评价。生殖/发育的历史对照数据(如窝产仔数)有助
于对研究结果的解释。
6.2.3 为了质量控制,宜收集历史对照数据,并计算数据变异系数,特别是与内分泌干扰物检测相关的
参数。
6.3 结果报告
试验报告包括以下内容。
a) 受试物信息:
1) 来源、批号、使用期限(如有需注明);
2) 受试物的稳定性(若已知)。
b) 单一成分物质:
1) 物理性状、水溶性和其他相关理化性质;
2) 化学标识信息,包括IUPAC或CAS名称、CAS编号、SMILES或InChI代码、结构式、纯
度、杂质等。
c) 多成分物质、UVBCs和混合物,通过各组分的化学标识(参照上文)、定量组成和相关理化性质
进行表征。
d) 赋形剂,如果使用的赋形剂不是水,则需说明理由。
e) 实验动物:
1) 动物种类、品系、等级,如不是啮齿类,说明原因;
2) 动物数量、周龄、性别;
3) 来源、饲养条件、饲料等;
4) 试验开始时每只动物的体重。
f) 试验条件:
1) 剂量分组的理由;
2) 受试物配比、应用浓度、稳定性和均匀性及饲料制备的详细资料;
3) 受试物染毒方式的详细资料;
4) 如掺入饲料或饮用水,饲料或饮用水中受试物的含量需换算成实际剂量[(mg/(kg·d)];
5) 饲料和饮用水质量的详细资料;
6) 详细说明选择幼仔进行剔除(如果被剔除)的随机程序。
g) 试验结果:
1) 体重/体重变化;
2) 摄食量及摄水量(若需要);
3) 按性别和剂量组分别记录毒性反应,包括繁殖力、妊娠和其他毒性症状;
4) 孕期时间;
5) 对生殖功能、子代和出生后生长情况等毒性及其他效应;
6) 临床观察结果、严重程度和持续时间(是否可逆);
7) 活仔数和着床后的丢失数;
8) 肉眼可见畸形、外生殖器大体评估结果、发育迟缓幼仔数;
9) 试验中动物死亡时间或存活至试验结束的动物数;
10) 着床数、窝产仔数及记录时的窝重;
11) 亲代动物处死时体重和脏器重量;
12) 大体解剖检查结果;
13) 组织学检查结果;
14) 胚胎吸收数据(如有需注明);
15) 成年雌性动物发情周期正常或异常的数量及周期时长;
16) 幼仔体重数据;
17) 所有幼仔的AGD及AGD测量......
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